معلومة

لماذا لا تزال هياكل العديد من البروتينات غير معروفة؟

لماذا لا تزال هياكل العديد من البروتينات غير معروفة؟



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

https://www.learner.org/courses/biology/textbook/proteo/proteo_3.html

على الرغم من التقدم في تقنيات تحديد بنية البروتين ، لا تزال هياكل العديد من البروتينات غير معروفة ...

سؤالي لماذا؟ لدينا العديد من الباحثين في جميع أنحاء العالم. نحن نعلم ما هو الـ 3 مليارات حمضنا النووي. تستثمر الحكومات مليارات الأموال في الأبحاث الطبية. يجب أن يكون لدينا ما يكفي من الموارد البشرية والتكنولوجيا.

ما الذي يمنعنا من تحديد بنية جميع البروتينات؟ نحتاج المزيد من المال؟ نحتاج المزيد من الناس؟ نحن بحاجة إلى تكنولوجيا أفضل؟


ما الذي يمنعنا من تحديد بنية جميع البروتينات؟ نحتاج المزيد من المال؟ نحتاج المزيد من الناس؟ نحن بحاجة إلى تكنولوجيا أفضل؟

كل هيكل غير معروف له قصة مختلفة. الأهم من ذلك ، ليست كل البروتينات لها هياكل محددة جيدًا. لكن هذا لم يتم تقديره تاريخيًا ، لذلك تم بذل الكثير من الجهود هيكليًا لحل المناطق غير المنظمة. ولكن هناك العديد من التفسيرات الأخرى لعدم معرفة بنية البروتين ، ومعظمها يندرج في فئتين.

يمكن أن تكون الوظيفة المفترضة غير مثيرة للاهتمام. معظم الباحثين يعبرون وينقيون البروتينات التي يحتمل أن تكون مثيرة للاهتمام. عادة ما يكون هناك بعض التلاعب الجيني أو الدوائي الذي يشير إلى أن بروتينًا معينًا "مثير للاهتمام". فقط مشاريع الجينوم الهيكلية واسعة النطاق تحل الهياكل بشكل عشوائي ، وتهدف إلى الانتهاء. وحتى في هذه الحالة ، يتعين على هذه المشروعات إعطاء الأولوية للبروتينات التي تبدو مجدية "على الورق".

يمكن للبروتين أن يقاوم تحديد الهيكل يصعب التعبير عن الكثير من البروتينات وتنقيتها لعدة أسباب. على سبيل المثال ، يلخص الجدول الذي نسخته للتو من اتحاد الجينوم الإنشائي NorthEast خط الأنابيب الخاص بهم على النحو التالي:

تم استنساخ أهداف مرحلة الإنتاج 25،924 اختبار التعبير 24،479 معبرًا (E> 0) 18،992 قابل للذوبان المعبر (S> 0) 13،946 قابل للذوبان (ES> = 9) 11،054 مخمر 9440 محاولة تنقية 8،691 تمت تنقيته (> = 0.5 مليجرام) 6،493 أطياف HSQC تم تسجيل 2853 أطياف HSQC "جيدة" 1،476 فحص بلوري HTP 2،845 إصابة كريستالية 1،480 1،672 هياكل أشعة إكس 608 هياكل NMR 496 إجمالي الهياكل 1،061

لذلك باستخدام مزيج من علم البلورات بالأشعة السينية والتحليل الطيفي لحالة المحلول ، تمكنوا من حل 1061 بنية من 25924 استنساخًا ، تم اختبار جميعها تقريبًا للتعبير. (http://nesg.org/statistics.html)

علم البلورات مؤتمت بقدر ما يمكن الحصول عليه الآن. البروتين NMR و cryoEM لهما منافذ خاصة بهما ، وسيستمران في سد الثغرات. لكن العلم صعب ، وبالنسبة للهياكل المحددة جيدًا ، لا يزال هناك العديد من الهياكل التي لم يتم وصفها جيدًا.

(إذا تمكنا حقًا من حل مشكلة طي البروتين ، فلن نحتاج إلى حل الهياكل على الإطلاق ...)



المعيار الذهبي لتحديد هياكل البروتين هو تصوير البلورات بالأشعة السينية. ومع ذلك ، من أجل إجراء تصوير البلورات بالأشعة السينية ، يجب أن تحصل على البروتين الخاص بك في شكل بلوري. العديد من البروتينات غير قابلة للذوبان في الماء ، لذا فإن التبلور صعب أو مستحيل. انظر هذه الإجابة للحصول على معلومات حول صعوبة بلورة البروتينات عبر الغشاء.


الجواب هو الأكثر احتمالا الأولويات. نعم ، العملية أسهل ، لكنها لا تزال تتطلب على الأقل بعض الجهد والوقت ، وهو من الأفضل إنفاقه على أشياء أخرى. على هذا النحو ، من غير المرجح أن يتم تقديم المنح لمثل هذا العمل التافه - وهذه وظيفة الباحثين ، لذلك إذا لم يتم الدفع لهم مقابل ذلك ، فمن المحتمل ألا يفعلوا ذلك.


تقنية جديدة لتحديد الهياكل البروتينية قد تحل الألغاز الطبية الحيوية

3Dseq الهياكل المحسوبة. الائتمان: معهد دانا فاربر للسرطان

أظهر الباحثون في مركز cBio التابع لـ Dana-Farber طريقة "تطور تجريبي" قوية لاكتشاف تفاصيل شكل البروتين ووظيفته ، وقد تجد الطريقة استخدامات عبر مجموعة واسعة جدًا من الأبحاث الطبية الحيوية.

يقول كريس ساندر ، دكتوراه ، مدير مركز دانا فاربر cBio في قسم علوم البيانات: "البروتينات هي العاملات في الخلية ، ومن المهم معرفة شكلها". أظهر ساندر وزملاؤه الآن طريقة "تطور تجريبي" قوية لاكتشاف تفاصيل شكل البروتين ووظيفته ، وقد تجد الطريقة استخدامات عبر طيف واسع جدًا من الأبحاث الطبية الحيوية.

يقول ساندر ، أستاذ بيولوجيا الخلية في كلية الطب بجامعة هارفارد والمؤلف المشارك المشارك في ورقة تصف العمل في المجلة: "هذا اكتشاف أساسي في علم الأحياء التطوري الجزيئي ، مع تطبيقات محتملة للسرطان". أنظمة الخلايا.

من بين تطبيقاتها المحتملة ، قد تساعد تقنية "3Dseq" في تحديد البنية ثلاثية الأبعاد للبروتينات المرتبطة بالسرطان والتي لم يتم تحديدها بواسطة طرق بديلة. قد تساعد التقنية الجديدة أيضًا في فهم كيفية تطور الجينات المسرطنة والجينات الكابتة للورم في السرطان ، وفي تحديد الطفرات في تلك الجينات التي تساهم في تطور المرض.

على مدى عقود ، عرف علماء البيولوجيا الجزيئية أن قدرة البروتين على العمل في الخلية تعتمد على شكله الصحيح ، والذي يحدده ترتيب الأحماض الأمينية المكونة له. ومع ذلك ، فإن تحديد بنية البروتين ثلاثية الأبعاد يتطلب تقنيات تجريبية معقدة.

بالعودة إلى عام 2011 ، من خلال العمل مع الأستاذ المساعد بجامعة هارفارد ديبورا ماركس وزملاء آخرين ، اتخذ ساندر خطوة كبيرة للأمام في تحدي التنبؤ ببنية البروتين باستخدام نهج رياضي قائم على التطور. يبدأ نهج "التطور الطبيعي" بتحليل كيفية تغير التسلسل الجيني لبروتين معين على مدى ملايين السنين. للقيام بذلك ، فحص الفريق تسلسل البروتين عبر الزمن التطوري - من الأنواع القديمة مثل البكتيريا إلى الأنواع التي تطورت مؤخرًا مثل الفئران والبشر.

جاءت الفكرة الرئيسية في الدراسة السابقة عندما استخدم الفريق طرقًا حسابية لتحديد الأحماض الأمينية في البروتين التي تتفاعل مع بعضها البعض ، من خلال النظر في الأحماض الأمينية التي تتغير بخطى ثابتة عبر التطور. يقول ساندر: "إننا ننظر إلى الأشياء التي تتباين معًا ، حيث إذا تغير شيء ما في التسلسل ، يتغير شيء آخر". "إنه مثل الجوز والترباس - إذا قمت بتغيير جزء واحد ، عليك تغيير الجزء الآخر بحيث لا يزال مناسبًا." توصل هو وزملاؤه إلى خدعة رياضية أساسية يمكنها إيجاد تغييرات في الأحماض الأمينية التي تنتج تأثيرًا مباشرًا على بنية البروتين ، مما يوفر معلومات أساسية يمكن تغذيتها في الخوارزميات الموجودة من الفيزياء الجزيئية لحساب البنية.

ومع ذلك ، لا يمكن دراسة جميع البروتينات باستخدام التسلسلات الموجودة في التطور الطبيعي. أحدث الابتكارات من مجموعة Sander هو إدخال التطور في أطباق المختبر ، حيث يمكن التحكم في العملية بإحكام وتستغرق أسابيع بدلاً من ملايين السنين.

عالما أبحاث Dana-Farber ، Michael Stiffler و Frank Poelwijk هما مؤلفان رئيسيان مشاركان ، و Nicholas Gauthier هو مؤلف رئيسي مشارك ، في الورقة الجديدة حول المشروع ، وهو أول عرض على نطاق واسع لطريقة التطور التجريبية لتحديد بنية البروتين .

بدأ العلماء بجين لإنزيم من بكتيريا الإشريكية القولونية التي تجعل البكتيريا مقاومة لمضاد حيوي شائع. في البداية أنتجوا ملايين النسخ من الجين الأصلي مع رش الطفرات في مواقع مختلفة ، ثم وضعوا هذه الجينات المحورة في ملايين البكتيريا. ثم وضعوا مضادًا حيويًا في أطباق المختبر ممسكًا بالبكتيريا ، وحصدوا البكتيريا التي تبقى على قيد الحياة. تحتوي هذه البكتيريا الباقية على جينات مقاومة للمضادات الحيوية وظيفية ومع ذلك لا تزال تحتوي على طفرات مختارة. تكرر هذا الإجراء المضني عدة مرات لتقليد العمليات التطورية على غرار التطور الطبيعي. يقول ساندر: "من بين عشرات الملايين من البروتينات ، انتهى بنا الأمر ببضع مئات الآلاف من البروتينات التي تعمل بالفعل".

باستخدام الإستراتيجية الحاسوبية الرائدة في دراسة عام 2011 ، أنتجوا بيانات أنتجت هياكل بروتينية ثلاثية الأبعاد لبروتينين مختلفين تمامًا لمقاومة المضادات الحيوية وحصلت على أشكال مشابهة جدًا لتلك المحددة بواسطة علم البلورات بالأشعة السينية.

سينضم التطور التجريبي لـ 3Dseq إلى ثلاث تقنيات موجودة للكشف عن بنية البروتين: علم البلورات بالأشعة السينية ، الذي يطلق النار على الأشعة السينية في التحليل الطيفي بالرنين المغناطيسي النووي (NMR) ، بناءً على فيزياء مماثلة لتلك المستخدمة في التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI). والميكروسكوب الإلكتروني ، الذي يمسح العينات المجمدة بالمجهر الإلكتروني.

يقول ساندر ، بمجرد أن تنضج تقنية 3Dseq ، قد تجلب ميزتين رئيسيتين لتحديد بنية البروتين. أولاً ، لا تعمل الطرق الثلاث الموجودة دائمًا مع البروتينات. ثانيًا ، يوفر برنامج 3Dseq تفاصيل حول التفاعلات الرئيسية في أشكال البروتين المعقدة المطلوبة لعمل البروتينات. يمكن أن تثبت هذه القدرة في النهاية أنها مهمة جدًا لعدد من التطبيقات في بيولوجيا الخلية ، بدءًا من فهم كيفية تطور مسببات الأمراض إلى تسريع تطوير العلاجات الحيوية ، كما يقول.

بدأت مجموعته والمتعاونون معه جهودًا لتحسين تقنيات الفرز 3Dseq وتعميم التقنيات لاستخدامها مع البروتينات الأخرى. تم نشر ورقتهم مع بيانات التسلسل وأدوات البرمجيات. يقول ساندر: "سوف نتعاون مع أشخاص آخرين لتطوير المقايسات لجعلها قابلة للتطبيق بشكل عام على البروتينات ذات الأهمية". "أيا كان ما نطوره ، فسوف نوفره للجمهور."

ويضيف: "يُظهر هذا البحث الثقافة العلمية الإيجابية المنفتحة لكلية دانا فاربر وكلية الطب بجامعة هارفارد ، كمثال على العلوم الأساسية التي ستؤدي إلى إحداث تقدم في أبحاث السرطان". جاء التمويل الرئيسي للعمل من Dana-Farber والمعهد الوطني للعلوم الطبية العامة.


عائلة بروتين الأرجونوت

تم اكتشاف بروتينات الأرجونوت لأول مرة وراثيًا ، وقد كشفت الأبحاث المكثفة في السنوات القليلة الماضية أن أعضاء عائلة بروتين الأرجونوت يلعبون دورًا رئيسيًا في مسارات إسكات الجينات الموجهة بواسطة RNAs الصغيرة. ترتبط الرناوات الصغيرة مثل الرنا القصير المتداخل (siRNAs) أو الرنا الميكروي (miRNAs) أو الرنا المتفاعل مع Piwi (piRNAs) في جيوب ربط محددة وتوجه بروتينات الأرجونوت لاستهداف جزيئات الرنا المرسال لإسكات أو تدمير جزيئات الرنا المرسال. تم العثور على فئات مختلفة من RNAs الصغيرة وبروتينات الأرجونوت في جميع حقيقيات النوى العليا ولها وظائف مهمة في عمليات متنوعة مثل التطور الجنيني ، وتمايز الخلايا وإسكات الينقولات. يتم حفظ بروتينات الأرجونوت تطوريًا ويمكن تقسيمها نسبيًا إلى فصيلة Ago و Piwi الفرعية. يتم التعبير عن بروتينات Ago في كل مكان وترتبط بـ siRNAs أو miRNAs لتوجيه إسكات الجين بعد النسخ إما عن طريق زعزعة استقرار mRNA أو عن طريق القمع متعدية. يقتصر التعبير عن بروتينات Piwi في الغالب على خط الجراثيم وترتبط بروتينات Piwi مع piRNAs لتسهيل إسكات العناصر الوراثية المتنقلة. على الرغم من تحديد الجوانب المختلفة لوظيفة الأرجونوت ، إلا أن العديد من بروتينات الأرجونوت لا تزال سيئة التوصيف. لذلك ، من المحتمل جدًا أنه سيتم في المستقبل توضيح الوظائف غير المعروفة لعائلة بروتين الأرجونوت.

الأرقام

الحفظ الوراثي لبروتينات الأرجونوت ...

الحفظ الوراثي لبروتينات الأرجونوت في الكائنات الحية المختلفة. (أ) شجرة النشوء والتطور في أرجونوت ...

هيكل بروتينات الأرجونوت. (أ)…

هيكل بروتينات الأرجونوت. (أ) التركيب البلوري للأشعة السينية لبروتين الأرجونوت من ...

منذ البروتينات توضع في السيتوبلازم ...

يتم توطين بروتينات Ago في أجسام P السيتوبلازمية. كانت الخلايا الرقيقة الجنينية البشرية (HEK 293T) ...

أدوار بروتينات الأرجونوت في ...

أدوار بروتينات الأرجونوت في إسكات الجينات تسترشد بـ RNAs الصغيرة. منذ البروتينات ...


خيارات الوصول

احصل على حق الوصول الكامل إلى دفتر اليومية لمدة عام واحد

جميع الأسعار أسعار صافي.
سيتم إضافة ضريبة القيمة المضافة في وقت لاحق عند الخروج.
سيتم الانتهاء من حساب الضريبة أثناء الخروج.

احصل على وصول محدود أو كامل للمقالات على ReadCube.

جميع الأسعار أسعار صافي.


آلية عمل المحسن

كيف ينشط المحسن بالضبط نسخ الجين المستهدف هو سؤال مستمر في مجال تنظيم الجينات حقيقية النواة. لنقل التنظيم ، يجب أن تتواصل المعززات مع المروجين المستهدفين. ومع ذلك ، يتم فصل المعززات الموجودة في حقيقيات النوى الأعلى ماديًا على طول الجينوم عن محفزات الجينات المستهدفة. تم اقتراح عدة نماذج لاتصالات المحسن والمروج. يتضمن ذلك التتبع (المنشط النسخي الذي يتم تجنيده إلى مسارات المحسن على طول الكروماتين حتى يصل إلى المروج) ، والربط (يقوم المنشط النسخي المرتبط بالمُحسِّن بتجنيد البروتينات لسلسلة تتصل في النهاية بالمحفز المستهدف) ، والتكرار (تجميع البروتينات) في المحسن والمروج إجراء اتصالات جسدية مباشرة) [21 ، 160 ، 161]. في حين أن نموذج التتبع سيعتمد بشكل مفرط على البروتينات الحركية وسيعوق عمل معززات intronic (ستصطدم ميكانيكا التتبع بنسخ RNAPIIs) ، فمن غير المتصور أن يتم استخدام سلاسل كبيرة من ربط أجزاء البروتين على نطاق الجينوم. كما هو مفصل أدناه ، يتمتع نموذج الحلقات بدعم تجريبي ساحق لإنشاء جهات اتصال معزز محسن بعيدًا (EPC).

كشف EPCs

كما نوقش أعلاه ، المعززات عبارة عن مجموعات كثيفة من TFBSs التي تجمع مجمعات بروتينية كبيرة تمثل مختلف الفئات الهيكلية والوظيفية ، وتنشط المعززات المخصبة بالبروتين بشكل كبير النسخ من المروجين الهدف المحدد. يمكن القول إن مثل هذه الخصوصية لا يمكن تحقيقها إلا من خلال الاتصال المباشر بين زوج مُحسِّن ومحفز ، على الأرجح من خلال تفاعلات البروتين والبروتين [162 ، 163]. تم توضيح هذه الفكرة في البداية عن طريق الفحص المجهري الإلكتروني لقالب DNA المنقى المعقد ببروتينات نقية تربط المحسن أو المحفز [164] ، على غرار دراسات آليات النسخ البكتيري [165]. بسبب الحاجة إلى إجراء دراسات استكشافية داخل البيئة الخلوية ، تم تصور طريقة لاكتشاف منطقتين بعيدتين من الحمض النووي على مقربة جسدية. تضمنت هذه المنهجية تقييد هضم الحمض النووي حول البروتينات المرتبطة وربط نهايات الحمض النووي الجديد [166]. تسببت هذه المنهجية في ظهور تقنية التقاط تشكّل الكروموسوم (3C) ومشتقاتها العديدة [167 ، 168] وخلقت نظامًا جديدًا لـ "الشبكة العصبية للكروماتين" التي أحدثت ثورة في فهمنا للديناميكيات الهيكلية والوظيفية للكروموسوم بشكل عام [17 ، 169]. من الممكن الآن أيضًا تحقيق جهات اتصال مُحسِّن ومُعزِّز (EPC) في المختبر وقياس كل من EPC وقراءات النسخ في المُحسِّن والمُروِّج (الشكل 2) ، مما يسمح بدراسات وظيفية مباشرة في العلاقة الميكانيكية بين EPC ونسخ المُحسِّن و تنشيط المروج [128].

يرتبط EPC بالتعبير الجيني على مستوى الجينوم

باستخدام نهج الشبكة العصبية القائمة على 3C أو تقنيات التصور المستندة إلى التألق ، في المواقع الفردية أو على نطاق الجينوم ، كشفت الدراسات على مدى العقدين الماضيين عن العديد من الميزات المهمة لعمل المحسن كدالة لـ EPC (انظر الجدول 2). تقدم هذه الدراسات دليلًا قويًا على أن EPC لا يرتبط فقط بتنشيط النسخ ولكنه مطلوب أيضًا. تورطت TFs الفردية ومجمعات البروتين المختلفة ذات الوظائف المتباينة في تكوين وإدامة EPCs. توجد العديد من أزواج المُحسِّن والمُروِّج في جهات اتصال مُسبقة التشكيل في غياب النسخ ، مما يؤكد أن EPC لا يضمن تلقائيًا تنشيط النسخ.

قطع EPC- النسخ؟

على الرغم من كل من المنطق المفاهيمي العميق وثراء البيانات التي تورط EPC مباشرة في تنشيط النسخ ، هناك تقارير لا توافق [201 ، 202]. في حين أنه من الممكن أن تعتمد المعززات آليات أخرى غير EPC المباشر في مواقع معينة ، يمكن للاعتبارات التقنية والمفاهيمية أن تشرح هذه الملاحظات. كما تمت مناقشته في القسم التالي ، يجب أن تكون EPC مرنة ويمكن أن تكون عابرة. نظرًا لحدوث النسخ في البقول ، لا يلزم الحفاظ على EPC بعد حدوث انفجار بدء النسخ. لذلك ، فإن أفضل فرصة لالتقاط EPC المؤهل وظيفيًا هي أثناء بدء النسخ ، والتي أغفلتها هاتان الدراستان. علاوة على ذلك ، قد يكون هذا نتيجة التنقل الناجم عن النسخ للمُحسِّن داخل الفضاء النووي [203] ، وهي ملاحظة لم يتم اختبارها على نطاق واسع في سياق EPC وديناميكيات النسخ. أيضًا ، تقيس الدراسات المذكورة أعلاه مسافة مُحسِّن الجينات في صور التألق بالميكرومتر إلى مقياس الميكرومتر الفرعي ، على الرغم من أن المُحسِّن والمُحفِّز يمكن أن يكونا على مسافة 70 نانومتر على الأكثر حتى مع أكثر التقديرات تحرراً ، وهو ما يتجاوز النطاق المكاني القرار في العديد من دراسات التصوير الفلوري (للمقارنة ، يمكن أن يتواجد ما يصل إلى عشرين من مجمعات RNAPII في مجموعة بقطر 70 نانومتر [204]). حتى لو كانت "الرؤية تصديق" ، فإن عدم رؤية تجاور مُحسِّن ومُروج لا يعني أن EPC لم يحدث.

تفعيل النسخ

خطوتين في تفعيل النسخ

تحدد المناقشة أعلاه ارتباطًا شبه عالمي بين EPC والنسخ ، مع التأكيد أيضًا على أن مجرد EPC لا يضمن تلقائيًا تنشيط النسخ. وبالتالي ، يجب أن تحدث بعض التغييرات الحرجة في EPC لبدء النسخ. من الواضح أن المعززات يمكن أن تؤثر على المروج بعدة طرق غير حصرية متبادلة ، بما في ذلك إعادة تشكيل بنية الكروماتين والتعديلات ، وتوظيف مجمع ما قبل البدء (PIC) ، وتقديم RNAPII ، وإزالة المكثفات ، وتسهيل الإيقاف المؤقت للإفراج (انظر [205] لمراجعة شاملة). ومع ذلك ، ما زلنا لا نمتلك فهمًا واضحًا للآليات الفعلية لـ "التنشيط" النسخي ، والذي يعني في الأساس جولات سريعة ومتعددة من النسخ المثمر من المروج. من الناحية المفاهيمية ، يمكن أن يحدث تنشيط النسخ بوساطة المُحسِّن في خطوتين واسعتين: التوظيف [206] والتآزر [207]. أولاً ، يتم تجنيد TFs الخاصة بالتسلسل إلى المُحسِّن والمُروج بشكل تعاوني أو جماعي أو إضافي ، كما تمت مناقشته سابقًا (انظر [89] للحصول على مراجعة شاملة). نظرًا لأن مجالات تنشيط TFs هي مناطق مضطربة جوهريًا (IDRs) مع إمكانية عالية للتفاعل مع البروتينات الأخرى [208 ، 209] ، فإنها تقوم أيضًا بتجنيد TFs الأخرى والمنشطات ذات الصلة بتفاعل النسخ (الشكل 1). على سبيل المثال ، يتم تجنيد المُنشّطات SRC-3 و p300 و Mediator و MegaTrans للعديد من TFs وأنشطة الإنزيم إلى مُحسّنات مستجيبة للإستروجين عبر ERα [81 ، 83]. ثانيًا ، تعرض TFs التآزر الوظيفي ، أي أن الناتج النسخي مع اثنين من TFs أكبر من مجموع الناتج النسخي مع TFs الفردية ، مما يدل على "التضخيم الوظيفي" لعمل TF. تم إثبات التآزر النسخي على نطاق واسع ، على سبيل المثال ، في إشارات البروجسترون [210] ، في وظيفة TFIID [211] ، في مواصفات الخلايا العصبية الحركية [212] ، أو في دوائر النسخ التركيبية [213] ، بينما تظل الآليات التفصيلية للتآزر غير واضحة.

يجب أن يتضمن التنشيط تضخيم عمل TF

نظرًا لأن TFs لا تحمل خصائص تحفيزية ، يمكن القول إن تضخيمها الوظيفي يمكن أن يحدث بطريقتين غير حصريين بشكل متبادل. أولاً ، يمكن أن يخضع TF لتغيير توافقي عند الاتصال بمنظم تنظيمي بحيث يكون هذا التفاعل محددًا ولكنه عابر ، مما يسمح للمركب بالاتصال بالبروتينات عند المروج ، وبعد ذلك يتم قطع اتصال منظم TF الأولي. هذا يحرر فريق العمل لجولة أخرى من تجنيد ونقل منظمي التنظيم ، في دورات الارتباط والتفكك. تم توضيح هذا النموذج جيدًا في الخميرة: يحدث التنشيط النسخي عندما تكون مكونات آلية GTF-RNAPII مرتبطة تساهميًا بالبروتينات المرتبطة بالمُحسِّن [214 ، 215] ، ولكن ليس عندما يتم نقل مجال التنشيط إلى آلية RNAPII المرتبطة بالمروج [216] ]. من المهم ملاحظة أن دورات الارتباط والتفكك هذه كما هو موضح هنا قد لا تعكس بالضرورة الدورات المتتالية لأحداث النسخ (على سبيل المثال ، استطالة RICE لتوظيف النسخ والنسخ من RNAPII) بدلاً من ذلك قد تصف تفاعلات ديناميكية متعددة داخل EPC أثناء حدث نسخي واحد. أيضًا ، يمكن تضخيم هذه الخطوات عدديًا عندما يتم تضمين TFs متعددة ، مما يؤدي إلى التآزر النسخي (الشكل 1). قد تخضع منظمات التنظيم التي تربط المحسن والمروج لتغييرات مماثلة في التكوين أو التركيب. على سبيل المثال ، تتفاعل وحدة الذيل في مجمع Mediator مع TFs المرتبطة بالمحسِّن بينما تتصل الوحدات النمطية الرئيسية والوسطى بـ RNAPII و PIC عند المروج. فسفرة الوسيط بواسطة TFIIH - والتي تفسفر أيضًا RNAPII CTD لتحريض بدء النسخ - تجعل تفاعل الوسيط-الموافقة المسبقة عن علم عابرًا [98 ، 192]. يمكن لهذه الروابط الديناميكية والعابرة بين المُحسِّن والمُحفِّز - بوساطة مُركب الوسيط - بطريقة ما تضخيم وظيفة TF (الشكل 1).

الطريقة الثانية لتضخيم عمل تمويل الإرهاب هي من خلال توظيف الأنشطة التحفيزية. نظرًا لأن النسخ بحد ذاته هو رد فعل إنزيمي ، يجب أن يكون لتنشيطه تفسيرات إنزيمية. وبالتالي ، يمكن لـ TFs المرتبطة بالمُحسِّن تجنيد الإنزيمات التي تؤثر على تفاعلات النسخ بنفس طريقة توظيف المنشط ، ولكن مع إخراج نسخ أكبر. قد تشتمل الإنزيمات هنا على الكينازات والفوسفاتازات وأسيتيل ترانسفيرازات ونزع الأسيتيل وإنزيمات الميثيل ونزيف الميثيل وعوامل إعادة تشكيل الكروماتين المعتمدة على ATP والتي تمثل ATPases والهليكازات / ترانسلوكاسز ، إلخ. على سبيل المثال ، يتآزر TFIIS و p300 لتنشيط النسخ [217]. تثبت هذه الاعتبارات أن الصناديق لا "تعمل" في التنشيط النسخي في حد ذاته ولكنها توفر المنصة المطلوبة التي تقوم عليها المنشطات والإنزيمات الأخرى بتنفيذ الأنشطة التحفيزية ، مما يؤدي إلى تنشيط النسخ.

أهمية ديناميكية EPC

تشير المناقشة أعلاه إلى ميزة مهمة لوظيفة EPC: أن الاتصال بين زوج مُحسِّن ومُروِّج يجب أن يكون ديناميكيًا ، كما أن تكوين وفصل جهات الاتصال بين المُحسِّن ومُروِّجها المشابه مهمان لتنشيط النسخ في نهاية المطاف (الشكل 1). [128]). في مجموعة فرعية من الجينات المعتمدة على ERα ، يؤدي الفشل في تجنيد المنشطات المساعدة لمستقبل الستيرويد إلى إعاقة تنشيط النسخ المستحث بالإستروجين على الرغم من الزيادة الكبيرة في EPC [81] ، كما هو موضح في سيناريو استنفاد SRC-3 [128]. قد يكون عيب التنشيط هذا جزئيًا بسبب EPC جامد حيث يفشل المحسن والمروج في الفصل ديناميكيًا وإعادة الارتباط ، مما يلغي إمكانية التآزر النسخي. يتم دعم فكرة EPC الديناميكية في تنشيط النسخ من خلال ملاحظات رشقات النسخ. من خلال التنشيط النسخي ، فإننا نعني بشكل أساسي إنتاج أعلى للنصوص المرغوبة لكل وحدة زمنية ، عندما تكون جزيئات القالب المتاحة ثابتة. في سياق السكان ، يمكن أن يحدث هذا الإنتاج العالي للنص المحدد إذا خضعت المزيد من القوالب لنسخ ثابت ، أو خضع عدد قليل من القوالب لجولات نسخ سريعة ومتعددة في "دفعات". من المسلم به الآن أن معظم الجينات في أنظمة النماذج المختلفة تنسخ في دفعات ، تليها فترات طويلة من الخمول [218]. يمكن أن تحدث الدفقات عن طريق زيادة عدد نسخ RNAPII لكل رشقة (يشار إليها باسم حجم الرشقة أو السعة) ، والتي تحكمها بنية المروج [219]. هنا ، تسكن TFs القريبة للمروج الرئيسي لفترة أطول عند المروجين الأقوى ، مما يسمح بمزيد من أحداث النسخ لكل انفجار [220]. وبدلاً من ذلك ، يمكن زيادة تردد الرشقة دون التأثير على السعة. زيادة تواتر الرشقات هي إلى حد كبير دالة لقوة المُحسِّن [219 ، 221]. ومن المعروف أن المعززات تزيد من احتمالية النسخ وليس مستوى النسخ [222]. وبالتالي ، من المحتمل أن يتصل المُحسِّن القوي بالمروج بشكل أكثر تكرارًا ، وربما يمثل كل اتصال حدث نسخ واحد. مثل هذا السيناريو الاحتمالي ممكن فقط إذا لم يكن EPC اتصالًا مستقرًا ودائمًا ، ولكنه بدلاً من ذلك ديناميكية تكوين وفصل الاتصال [128 ، 184]. تم اكتشاف EPCs المشكَّلة على مستوى الجينوم في مواضع الجين غير النشطة نسبيًا تمثل حالة من القرب المتزن للمُحسِّن-المروج الذي لا يزال ينتظر رد الفعل المحدد لبدء النسخ [223] ، ومن ثم ديناميكية تشكيل EPC والانفصال.

السيطرة على عمل المحسن من خلال تنظيم الكروماتين

سيكون من المستحيل تقريبًا أن يجد المُحسِّن محفزًا مشابهًا إذا كان الجينوم بأكمله مشتتًا بشكل عشوائي ومتجانس في الفضاء النووي ، بدون بنية أساسية. ومع ذلك ، فإن الكروموسومات كبوليمرات كبيرة قابلة للذوبان تمنع اختلاطها الحر في النواة. هذا يجبرهم على افتراض مناطق كروموسوم مميزة بحيث يكون هناك اتصال ضئيل بين الكروموسومات [224 ، 225]. يتم تنظيم كل كروموسوم هيكليًا في عدة أقسام من النوع A (نشط نسبيًا إلى حد كبير) أو النوع B (صامت نسبيًا إلى حد كبير). المناطق في القسم B تظهر تفاعلات أعلى داخل ، مما يدل على هيكل أكثر إحكاما ، من تلك الموجودة في المقصورة A [225]. يتم تنظيم كل مقصورة بشكل أكبر في المجالات المرتبطة طوبولوجيًا (TADs) حيث يوجد الحد الأدنى من التفاعلات بين المجالات والحد الأقصى من التفاعلات داخل المجال يتم تحديد حدود TADs في الفقاريات بواسطة عناصر عازلة مرتبطة بـ CTCF [226 ، 227] ، حيث يولد Cohesin بنية TAD عن طريق بثق الحلقة [228،229،230 ]. تم الحفاظ على مجموعات من الجينات المستهدفة غير المشفرة والجينات المستهدفة ، جنبًا إلى جنب مع الجينات المارة في التطور لتتعايش مكانيًا ككتل تنظيمية جينومية (GRBs) [34]. تم تحديد GRBs على أنها TADs في كائنات متنوعة مثل ذبابة الفاكهة والإنسان [231] ، مما يشير إلى الجذور التطورية العميقة للأمراض العابرة للحدود. دائمًا ما يوجد المُحسِّن والجين المستهدف المشابه له داخل TAD ، أي أن الاختصاص الوظيفي للمُحسِّن يقتصر إلى حد كبير على TAD المنزلي لأنه نادرًا ما يتصل بالجينات الموجودة في TADs المجاورة [232 ، 233]. يمكن لتغييرات التسلسل عند حدود TAD إعادة هيكلة TADs المجاورة بحيث يمكن للمُحسِّن الاتصال وتنشيط الجين الموجود في TAD الذي يتعذر الوصول إليه بطريقة أخرى ، ويتضح ذلك بشكل أفضل في اضطرابات النمو [234 ، 235]. هذا التقييد المكاني يخفف من الجهد المبذول من قبل الجينات المحسّنة والعقلانية للعثور على بعضها البعض. ومع ذلك ، لا تتفاعل جميع المروجين والمعززات داخل جهاز TAD مع بعضها البعض ، وهناك انتقائية دقيقة للمُحسِّن والمُروِّج (انظر أدناه).

يبدو أن Cohesin يلعب دورًا حاسمًا للغاية هنا: يقوم Cohesin المحتوي على STAG1 بإنشاء وصيانة TADs كمثبتات للحلقات TAD "الكلية" ، بينما يتوسط Cohesin المحتوي على STAG2 الحلقات داخل TAD "الدقيقة" اللازمة لإنشاء EPC [ 236]. من المهم ملاحظة أنه حتى مع استنفاد Cohesin يبدو أنه يلغي هياكل TAD على نطاق السكان ، فإن التأثير على النسخ الكلي يكون ضئيلًا [237]. تكشف تجارب الخلية المفردة أن TADs معينة تنجو من فقدان Cohesin [238]. مجتمعة ، تشير هذه الملاحظات إلى أن خسارة Cohesin تعيد هيكلة TADs بحيث لا يتم اكتشاف تميز TADs على نطاق السكان. لذلك ، من الممكن أن تساهم الآليات الإضافية بخلاف بثق الحلقة بوساطة Cohesin في بنية الكروموسومات ووظيفة المُحسِّن [239].

تعقيد التحكم متعدد المحسنات

لقد ثبت الآن أن عدد الجينات في جينوم الميتازوان يفوق عدد الجينات [138 ، 240]. كشفت الأبحاث التي أجريت على التقاط التفاعلات التي تتمحور حول المروج أو المحسِّن ، ليس فقط عن المشتبه بهم المعتادين ، أي تفاعلات المُحسِّن والمُحفز ، ولكن أيضًا العديد من المُحسِّن - المُحسِّن ، والمُحفِّز - المُعزِّز ، وجسم المُحسِّن - الجين ، وملامسات الجسم للجينات المُعزِّزة. ، 241] ، على الرغم من تصميمات الشبكة المتميزة للمُعزِّزات والمروجين [173]. على الرغم من أنه من غير الواضح ما هو جزء هذه التفاعلات ذات الصلة وظيفيًا في أي نوع خلية معين ، إلا أن ما لا جدال فيه هو أن الجين المتوسط ​​يخضع لسيطرة معززات متعددة [242]. بالنسبة للعديد من الجينات ، تم إثبات أن المعززات الزائدة تسمح بالتعبير الجيني المحدد زمنياً وكذلك الكمي الدقيق وقد تعوض عن فقدان المعززات الأخرى ، وبالتالي تمنح المتانة المظهرية [243]. يمكن تصنيف المعززات المتعددة لجين مستهدف معين على أنها سائدة أو داعمة ، حيث يصبح الأخير وظيفيًا عند تعطيل معزز سائد [244]. وفقًا لتقرير جديد ، فإن المُحسِّن الأبعد في سلسلة المُحسِّن يعمل عادةً كمنظم سائد للجين المستهدف [245].

إذن ، في مثل هذه الأنظمة متعددة المحسنات ، ما الذي يحدد المحسن الذي يتصل بالمُحسِّن ومتى؟ هذه المشكلة ذات صلة أيضًا بانتقائية EPC داخل TADs التي تمت مناقشتها أعلاه. لكل معززات ومروّجين ، تملي TFBSs الأساسية إشغال فريق العمل والتوظيف النهائي للمنظمين. يمكن أن يفسر التوافق الكيميائي الحيوي الذي توفره معقدات البروتين المختلفة المجمعة في معززات ومروجين مختلفة خصوصية تفاعل المحسن والمروج [246،247،248،249]. في الآونة الأخيرة ، خصوصية النسخ من عدة ذبابة الفاكهة تم وضع عوامل تنظيمية مرتبطة بمحسن قريب لمروّجين أساسيين مختلفين ، مما يكشف عن أوجه توافق مختلفة [250]. يمكن أن يكشف امتداد هذه التقنية عن التوافق مع منظم TF للمحسنات البعيدة وأنواع المروجين المتميزة.


جهاز المناعة البشري: هيكل البروتين الأساسي

بعد سبع سنوات من البحث المكثف ، نجحت مجموعة بحثية من جامعة آرهوس - من خلال تعاون متعدد التخصصات - في فهم سبب أهمية البنية الممتدة جدًا لبروتين أساسي من جهاز المناعة البشري. توفر النتائج الجديدة فرصًا جديدة لتعديل نشاط جهاز المناعة صعودًا وهبوطًا. التحفيز مثير للاهتمام فيما يتعلق بعلاج السرطان ، بينما يستخدم تثبيط الجهاز المناعي في علاج أمراض المناعة الذاتية.

في مجرى الدم والأنسجة لدينا ، يعمل النظام التكميلي كواحد من أولى آليات الدفاع ضد الكائنات المسببة للأمراض. عندما يتم اكتشافها بواسطة النظام التكميلي ، يبدأ تفاعل متسلسل ، والذي ينتهي بالتخلص من العامل الممرض وتحفيز أجزاء أخرى من الجهاز المناعي. يعتبر البروتين المناسب أمرًا حاسمًا لكفاءة النظام التكميلي. لحسن الحظ ، لدينا جميعًا ما يكفي من الطعام ، وإلا فإننا معرضون لخطر الوفاة كطفل من الأمراض المعدية.

في عام 2013 ، شعر البروفيسور جريجرس روم أندرسن من قسم البيولوجيا الجزيئية وعلم الوراثة في جامعة آرهوس بالإحباط لمعرفة الكثير من التفاصيل حول البروتينات الأخرى في النظام التكميلي ، ولكن بدا أن التعامل مع البروفدين صعب للغاية. كان من المعروف أن البروتين له بنية ممتدة للغاية ، مما يجعل من المستحيل تقريبًا تحديد البنية ثلاثية الأبعاد للبروليدين. ومما زاد الطين بلة ، أن البروبدين موجود في ثلاثة أشكال مختلفة داخل الجسم ، تسمى أوليغومرات ، والتي تحتوي على نسختين أو ثلاث أو أربع نسخ من البروتين.

"But fortunately, Dennis Vestergaard Pedersen walked in the door in the autumn of 2013 to start as a PhD student. Actually, he only had to work with properdin as a side project as it was too risky. But, one day we sketched on the back of an envelope how one might be able to cut properdin into smaller pieces. It worked surprisingly well," says Gregers Rom Andersen.

In this way, Dennis determined the crystal structure of the individual pieces of a properdin molecule after five years. By then, Dennis had long since finished his PhD and did contract research at Aarhus University. But one thing bothered Dennis.

"Despite five years of work, I still did not know what the properdin oligomers we have in our body look like and what role their unusual and extended structure plays for the function of properdin," says Dennis Vestergaard Pedersen.

"I started for fun studying one of the three properdin oligomers using electron microscopy. To my great surprise, I discovered that this properdin oligomer is a rigid molecule, and not flexible as I had expected. This was a big surprise, and really whet my appetite," Dennis continues.

"In collaboration with colleagues at the University of Copenhagen, I therefore started to study the various properdin oligomers in detail. We combined electron microscopy and a technique called small angle scattering, and we were thus able to prove that all the different properdin oligomers are rigid, spatially well-defined molecules."

The special extended structure of properdin is important for the function of the protein in the immune system

At the same time, Dennis -- along with Master thesis student Sofia MM Mazarakis -- conducted laboratory experiments comparing the ability of artificial and naturally occurring properdin oligomers to drive the activation of the complement system. By combining these data with structural data, the researchers were able to show that the special extended structure of properdin actually is important for the function of the protein in the immune system.

Gregers Rom Andersen elaborates: "Dennis' long and persistent work with properdin has given us a whole new understanding of "the molecule from hell" and especially why it looks the way it does. It has given us new opportunities in terms of being able to control the activity of the complement system both up and down. Stimulation is interesting in connection with cancer, while shutdown of the complement is already used to treat autoimmune diseases."

Through his long work with properdin, Dennis has for a long time collaborated with a large pharmaceutical company and will now try to develop medicine himself. Together with three other researchers from Aarhus University, Dennis has developed a technique that takes advantage of our body's own complement system to kill cancer cells. The technique has just been patented by Aarhus University, and the researchers are now further developing the technique with support from the Innovation Fund Denmark and the Novo Nordisk Foundation.


محتويات

Integrins are obligate heterodimers composed of α and β subunits. Several genes code for multiple isoforms of these subunits, which gives rise to an array of unique integrins with varied activity. In mammals integrins are assembled from eighteen α and eight β subunits, [5] in ذبابة الفاكهة five α and two β subunits, and in التهاب الكينورهاب nematodes two α subunits and one β subunit. [6] The α and β subunits are both class I transmembrane proteins, so each penetrates the plasma membrane once, and can possess several cytoplasmic domains. [7]

Variants of some subunits are formed by differential RNA splicing for example, four variants of the beta-1 subunit exist. Through different combinations of the α and β subunits, 24 unique mammalian integrins are generated, excluding splice- and glycosylation variants. [8]

Integrin subunits span the cell membrane and have short cytoplasmic domains of 40–70 amino acids. The exception is the beta-4 subunit, which has a cytoplasmic domain of 1,088 amino acids, one of the largest of any membrane protein. Outside the cell membrane, the α and β chains lie close together along a length of about 23 nm the final 5 nm N-termini of each chain forms a ligand-binding region for the ECM. They have been compared to lobster claws, although they don't actually "pinch" their ligand, they chemically interact with it at the insides of the "tips" of their "pinchers".

The molecular mass of the integrin subunits can vary from 90 kDa to 160 kDa. Beta subunits have four cysteine-rich repeated sequences. Both α and β subunits bind several divalent cations. The role of divalent cations in the α subunit is unknown, but may stabilize the folds of the protein. The cations in the β subunits are more interesting: they are directly involved in coordinating at least some of the ligands that integrins bind.

Integrins can be categorized in multiple ways. For example, some α chains have an additional structural element (or "domain") inserted toward the N-terminal, the alpha-A domain (so called because it has a similar structure to the A-domains found in the protein von Willebrand factor it is also termed the α-I domain). Integrins carrying this domain either bind to collagens (e.g. integrins α1 β1, and α2 β1), or act as cell-cell adhesion molecules (integrins of the β2 family). This α-I domain is the binding site for ligands of such integrins. Those integrins that don't carry this inserted domain also have an A-domain in their ligand binding site, but this A-domain is found on the β subunit.

In both cases, the A-domains carry up to three divalent cation binding sites. One is permanently occupied in physiological concentrations of divalent cations, and carries either a calcium or magnesium ion, the principal divalent cations in blood at median concentrations of 1.4 mM (calcium) and 0.8 mM (magnesium). The other two sites become occupied by cations when ligands bind—at least for those ligands involving an acidic amino acid in their interaction sites. An acidic amino acid features in the integrin-interaction site of many ECM proteins, for example as part of the amino acid sequence Arginine-Glycine-Aspartic acid ("RGD" in the one-letter amino acid code).

تحرير الهيكل

Despite many years of effort, discovering the high-resolution structure of integrins proved to be challenging, as membrane proteins are classically difficult to purify, and as integrins are large, complex and linked to many sugar trees ("highly glycosylated"). Low-resolution images of detergent extracts of intact integrin GPIIbIIIa, obtained using electron microscopy, and even data from indirect techniques that investigate the solution properties of integrins using ultracentrifugation and light scattering, were combined with fragmentary high-resolution crystallographic or NMR data from single or paired domains of single integrin chains, and molecular models postulated for the rest of the chains.

The X-ray crystal structure obtained for the complete extracellular region of one integrin, αvβ3, [1] shows the molecule to be folded into an inverted V-shape that potentially brings the ligand-binding sites close to the cell membrane. Perhaps more importantly, the crystal structure was also obtained for the same integrin bound to a small ligand containing the RGD-sequence, the drug cilengitide. [9] As detailed above, this finally revealed why divalent cations (in the A-domains) are critical for RGD-ligand binding to integrins. The interaction of such sequences with integrins is believed to be a primary switch by which ECM exerts its effects on cell behaviour.

The structure poses many questions, especially regarding ligand binding and signal transduction. The ligand binding site is directed towards the C-terminal of the integrin, the region where the molecule emerges from the cell membrane. If it emerges orthogonally from the membrane, the ligand binding site would apparently be obstructed, especially as integrin ligands are typically massive and well cross-linked components of the ECM. In fact, little is known about the angle that membrane proteins subtend to the plane of the membrane this is a problem difficult to address with available technologies. The default assumption is that they emerge rather like little lollipops, but the evidence for this sweet supposition is noticeable by its absence. The integrin structure has drawn attention to this problem, which may have general implications for how membrane proteins work. It appears that the integrin transmembrane helices are tilted (see "Activation" below), which hints that the extracellular chains may also not be orthogonal with respect to the membrane surface.

Although the crystal structure changed surprisingly little after binding to cilengitide, the current hypothesis is that integrin function involves changes in shape to move the ligand-binding site into a more accessible position, away from the cell surface, and this shape change also triggers intracellular signaling. There is a wide body of cell-biological and biochemical literature that supports this view. Perhaps the most convincing evidence involves the use of antibodies that only recognize integrins when they have bound to their ligands, or are activated. As the "footprint" that an antibody makes on its binding target is roughly a circle about 3 nm in diameter, the resolution of this technique is low. Nevertheless, these so-called LIBS (Ligand-Induced-Binding-Sites) antibodies unequivocally show that dramatic changes in integrin shape routinely occur. However, how the changes detected with antibodies look on the structure is still unknown.

Activation Edit

When released into the cell membrane, newly synthesized integrin dimers are speculated to be found in the same "bent" conformation revealed by the structural studies described above. One school of thought claims that this bent form prevents them from interacting with their ligands, although bent forms can predominate in high-resolution EM structures of integrin bound to an ECM ligand. Therefore, at least in biochemical experiments, integrin dimers must apparently not be 'unbent' in order to prime them and allow their binding to the ECM. In cells, the priming is accomplished by a protein talin, which binds to the β tail of the integrin dimer and changes its conformation. [10] [11] The α and β integrin chains are both class-I transmembrane proteins: they pass the plasma membrane as single transmembrane alpha-helices. Unfortunately, the helices are too long, and recent studies suggest that, for integrin gpIIbIIIa, they are tilted with respect both to one another and to the plane of the membrane. Talin binding alters the angle of tilt of the β3 chain transmembrane helix in model systems and this may reflect a stage in the process of inside-out signalling which primes integrins. [12] Moreover, talin proteins are able to dimerize [13] and thus are thought to intervene in the clustering of integrin dimers which leads to the formation of a focal adhesion. Recently, the Kindlin-1 and Kindlin-2 proteins have also been found to interact with integrin and activate it. [14]

Integrins have two main functions, attachment of the cells to the ECM and signal transduction from the ECM to the cells. [15] They are also involved in a wide range of other biological activities, including extravasation, cell-to-cell adhesion, cell migration, and as receptors for certain viruses, such as adenovirus, echovirus, hantavirus, and foot-and-mouth disease, polio virus and other viruses.

A prominent function of the integrins is seen in the molecule GpIIb/IIIa, an integrin on the surface of blood platelets (thrombocytes) responsible for attachment to fibrin within a developing blood clot. This molecule dramatically increases its binding affinity for fibrin/fibrinogen through association of platelets with exposed collagens in the wound site. Upon association of platelets with collagen, GPIIb/IIIa changes shape, allowing it to bind to fibrin and other blood components to form the clot matrix and stop blood loss.

Attachment of cell to the ECM Edit

Integrins couple the ECM outside a cell to the cytoskeleton (in particular, the microfilaments) inside the cell. Which ligand in the ECM the integrin can bind to is defined by which α and β subunits the integrin is made of. Among the ligands of integrins are fibronectin, vitronectin, collagen, and laminin. The connection between the cell and the ECM may help the cell to endure pulling forces without being ripped out of the ECM. The ability of a cell to create this kind of bond is also of vital importance in ontogeny.

Cell attachment to the ECM is a basic requirement to build a multicellular organism. Integrins are not simply hooks, but give the cell critical signals about the nature of its surroundings. Together with signals arising from receptors for soluble growth factors like VEGF, EGF, and many others, they enforce a cellular decision on what biological action to take, be it attachment, movement, death, or differentiation. Thus integrins lie at the heart of many cellular biological processes. The attachment of the cell takes place through formation of cell adhesion complexes, which consist of integrins and many cytoplasmic proteins, such as talin, vinculin, paxillin, and alpha-actinin. These act by regulating kinases such as FAK (focal adhesion kinase) and Src kinase family members to phosphorylate substrates such as p130CAS thereby recruiting signaling adaptors such as CRK. These adhesion complexes attach to the actin cytoskeleton. The integrins thus serve to link two networks across the plasma membrane: the extracellular ECM and the intracellular actin filamentous system. Integrin α6β4 is an exception: it links to the keratin intermediate filament system in epithelial cells. [16]

Focal adhesions are large molecular complexes, which are generated following interaction of integrins with ECM, then their clustering. The clusters likely provide sufficient intracellular binding sites to permit the formation of stable signaling complexes on the cytoplasmic side of the cell membrane. So the focal adhesions contain integrin ligand, integrin molecule, and associate plaque proteins. Binding is propelled by changes in free energy. [17] As previously stated, these complexes connect the extracellular matrix to actin bundles. Cryo-electron tomography reveals that the adhesion contains particles on the cell membrane with diameter of 25 +/- 5 nm and spaced at approximately 45 nm. [18] Treatment with Rho-kinase inhibitor Y-27632 reduces the size of the particle, and it is extremely mechanosensitive. [19]

One important function of integrins on cells in tissue culture is their role in cell migration. Cells adhere to a substrate through their integrins. During movement, the cell makes new attachments to the substrate at its front and concurrently releases those at its rear. When released from the substrate, integrin molecules are taken back into the cell by endocytosis they are transported through the cell to its front by the endocytic cycle, where they are added back to the surface. In this way they are cycled for reuse, enabling the cell to make fresh attachments at its leading front. [20] The cycle of integrin endocytosis and recycling back to the cell surface is important also for not migrating cells and during animal development. [21]

Signal transduction Edit

Integrins play an important role in cell signaling by modulating the cell signaling pathways of transmembrane protein kinases such as receptor tyrosine kinases (RTK). While the interaction between integrin and receptor tyrosine kinases originally was thought of as uni-directional and supportive, recent studies indicate that integrins have additional, multi-faceted roles in cell signaling. Integrins can regulate the receptor tyrosine kinase signaling by recruiting specific adaptors to the plasma membrane. For example, β1c integrin recruits Gab1/Shp2 and presents Shp2 to IGF1R, resulting in dephosphorylation of the receptor. [22] In a reverse direction, when a receptor tyrosine kinase is activated, integrins co-localise at focal adhesion with the receptor tyrosine kinases and their associated signaling molecules.

The repertoire of integrins expressed on a particular cell can specify the signaling pathway due to the differential binding affinity of ECM ligands for the integrins. The tissue stiffness and matrix composition can initiate specific signaling pathways regulating cell behavior. Clustering and activation of the integrins/actin complexes strengthen the focal adhesion interaction and initiate the framework for cell signaling through assembly of adhesomes. [23]

Depending on the integrin's regulatory impact on specific receptor tyrosine kinases, the cell can experience:

Knowledge of the relationship between integrins and receptor tyrosine kinase has laid a foundation for new approaches to cancer therapy. Specifically, targeting integrins associated with RTKs is an emerging approach for inhibiting angiogenesis. [25]

Integrins have an important function in neuroregeneration after injury of the peripheral nervous system (PNS). [26] Integrins are present at the growth cone of damaged PNS neurons and attach to ligands in the ECM to promote axon regeneration. It is unclear whether integrins can promote axon regeneration in the adult central nervous system (CNS). There are two obstacles that prevent integrin-mediated regeneration in the CNS: 1) integrins are not localised in the axon of most adult CNS neurons and 2) integrins become inactivated by molecules in the scar tissue after injury. [26]

The following are 16 of the

24 integrins found in vertebrates:

اسم المرادفات توزيع Ligands
α1β1 VLA-1 عديدة Collagens, laminins [27]
α2β1 VLA-2 عديدة Collagens, laminins [27]
α3β1 VLA-3 عديدة Laminin-5
α4β1 VLA-4 [27] Hematopoietic cells Fibronectin, VCAM-1 [27]
α5β1 VLA-5 fibronectin receptor widespread fibronectin [27] and proteinases
α6β1 VLA-6 laminin receptor widespread laminins
α7β1 muscle, glioma laminins
αإلβ2 LFA-1 [27] T-lymphocytes ICAM-1, ICAM-2 [27]
αمβ2 Mac-1, CR3 [27] Neutrophils and monocytes Serum proteins, ICAM-1 [27]
αIIbβ3 Fibrinogen receptor gpIIbIIIa [28] Platelets [27] fibrinogen, fibronectin [27]
αالخامسβ1 neurological tumors vitronectin fibrinogen
αالخامسβ3 vitronectin receptor [29] activated endothelial cells, melanoma, glioblastoma vitronectin, [29] fibronectin, fibrinogen, osteopontin, Cyr61, thyroxine, [30] TETRAC
αالخامسβ5 widespread, esp. fibroblasts, epithelial cells vitronectin and adenovirus
αالخامسβ6 proliferating epithelia, esp. lung and mammary gland fibronectin TGFβ1+3
αالخامسβ8 neural tissue peripheral nerve fibronectin TGFβ1+3
α6β4 Epithelial cells [27] Laminin [27]

Beta-1 integrins interact with many alpha integrin chains. Gene knockouts of integrins in mice are not always lethal, which suggests that during embryonal development, one integrin may substitute its function for another in order to allow survival. Some integrins are on the cell surface in an inactive state, and can be rapidly primed, or put into a state capable of binding their ligands, by cytokines. Integrins can assume several different well-defined shapes or "conformational states". Once primed, the conformational state changes to stimulate ligand binding, which then activates the receptors — also by inducing a shape change — to trigger outside-in signal transduction.


How unrealistic are fold estimates?

Our estimates here, made using Gene3D, suggest that the largest, most recurrent families encoded within the sequenced genomes have already been characterized in the CATH database and can be expected to adopt about 800 folds. How realistic are our simple estimates of approximately 3,900 folds to be adopted by the remaining families, most of which are characterized in Pfam and some of which are quite small? (For example, Figure 2 shows that the remaining uncharacterized NewFam families are generally much smaller than the CATH and Pfam families.) Small families may turn out to be very distant relatives of superfolds that have diverged beyond recognition, and in acquiring highly specialized functions these now have the narrow sequence constraints observed today [62]. Some may be completely new folds, however, that have arisen by more recent shuffling of subdomains and motifs. Soding and Lupas [60] have presented some intriguing models of evolutionary pathways using diverse recombination of small common submotifs such as a hairpins and αβ motifs. There are fascinating examples of relatives in some families that appear to have acquired new folds through subtle rearrangements within supersecondary motifs [60, 81].

It is clear that some common structural motifs are highly reused [82], and this has meant that fold space should perhaps more accurately be viewed as a continuum [83, 84], where significant structural overlaps occur in some regions. For the most highly populated architectures within CATH (αβ sandwiches and β sandwiches), folds are often highly 'gregarious' (that is, some subcomponents of the fold are shared with other folds), with at least 40-50% of their structures overlapping structures from other fold groups. Given that the relatives in many large superfamilies adopting these architectures (for example, superfamilies adopting Rossmann-like folds or αβ-plait folds) can be highly structurally divergent, with only 50% of residues in the core remaining structurally conserved during evolution [85], these overlaps can create problems in identifying distinct regions within fold space. The continuous nature of fold space may mean that simulations exploring the number of folds in nature are unrealistic, and that it may be more useful to try to understand the mechanisms by which common motifs can be assembled.

In this context, it is notable that there have recently been some considerable successes in ab initio structure prediction, using approaches that assemble proteins from peptide fragment libraries derived from known structures [86]. There now appear to be structural representatives for most 10-15 residue peptides [87], particularly those occurring within secondary structures, and so these advances may become increasingly important for structural modeling of the large number of singletons and 'unifolds' revealed by genome analyses. Such coarse models could help in suggesting the location of an active site or functional interface, perhaps allowing the putative biochemical role of the protein to be modeled in a systems biology context, even if they are not of sufficiently high accuracy to allow drug design.

In summary, attempts to predict the total number of folds in nature are still hampered by uncertainties and approximations. Most calculations predict somewhere in the range of 1,000-10,000 folds. Encouragingly for our understanding of evolution and biological systems, we now know the fold for many of the largest families, in particular those that dominate the genome annotations. Some 800 CATH folds and an additional 1,830 structurally uncharacterized Pfam families can already be assigned to approximately 70% of proteins predicted from genome sequences. Structural genomics initiatives that target the large structurally uncharacterized families can be expected to succeed in mapping fold space for a significant proportion of sequence space over the coming years.


ماذا حدث بعد ذلك؟

Other scientists will want to look at the data to determine how accurate the AI method is and how well it performs at a very detailed level.

There's still a knowledge gap, including working out how multiple proteins fit together and how proteins interact with other molecules, such as DNA and RNA.

"Now that the problem has been largely solved for single proteins, the way is open for development of new methods for determining the shape of protein complexes - collections of proteins that work together to form much of the machinery of life, and for other applications," said Dr Kryshtafovych.


شاهد الفيديو: 10 Signs That You Have A Leaky Gut (أغسطس 2022).